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Jul 03, 2023

El hidrógeno y el oxígeno oscuro impulsan la productividad microbiana en diversos ecosistemas de aguas subterráneas

Nature Communications volumen 14, Número de artículo: 3194 (2023) Cita este artículo 6805 Accesos 135 Detalles de Altmetric Metrics Alrededor del 50% de la humanidad depende del agua subterránea como fuente de agua potable.

Nature Communications volumen 14, número de artículo: 3194 (2023) Citar este artículo

6805 Accesos

135 altmétrico

Detalles de métricas

Alrededor del 50% de la humanidad depende del agua subterránea como fuente de agua potable. Aquí investigamos la edad, geoquímica y microbiología de 138 muestras de agua subterránea de 95 pozos de monitoreo (<250 m de profundidad) ubicados en 14 acuíferos en Canadá. La geoquímica y la microbiología muestran tendencias consistentes que sugieren ciclos aeróbicos y anaeróbicos de hidrógeno, metano, nitrógeno y azufre a gran escala llevados a cabo por diversas comunidades microbianas. Las aguas subterráneas más antiguas, especialmente en acuíferos con estratos ricos en carbono orgánico, contienen en promedio más células (hasta 1,4 × 107 ml-1) que las aguas subterráneas más jóvenes, lo que desafía las estimaciones actuales de la abundancia de células del subsuelo. Observamos concentraciones sustanciales de oxígeno disuelto (0,52 ± 0,12 mg L-1 [media ± SE]; n = 57) en aguas subterráneas más antiguas que parecen sustentar metabolismos aeróbicos en ecosistemas subterráneos a una escala sin precedentes. La metagenómica, los análisis de isótopos de oxígeno y los modelos de mezcla indican que el oxígeno oscuro se produce in situ mediante dismutación microbiana. Mostramos que las aguas subterráneas antiguas sostienen comunidades productivas y resaltan una fuente de oxígeno pasada por alto en los ecosistemas subterráneos de la Tierra presentes y pasados.

Alrededor del 2% de los recursos hídricos de la Tierra se encuentran en forma de agua subterránea, de la cual la mitad es salina y la otra mitad dulce1. Esta agua dulce subterránea representa alrededor del 30% de los recursos mundiales de agua dulce, sesenta veces más que en todos los lagos, ríos y la atmósfera juntos, y sólo superada por los casquetes polares inaccesibles y actualmente todavía congelados1. Los acuíferos y las fracturas de rocas también pueden contener hasta el 30% de la biomasa microbiana total de la Tierra2,3, contribuir sustancialmente a la fijación de carbono4 y contener altas proporciones de arqueas, bacterias y virus2,5 no cultivados con un amplio espectro de estilos de vida6. A pesar de la presencia global de agua subterránea y la magnitud y diversidad de su biomasa residente, nuestra comprensión de la composición y actividad de las comunidades microbianas que habitan estos ecosistemas acuáticos ocultos aún es irregular, y a menudo se desarrolló a partir de muestras de unos pocos pozos seleccionados o de un solo acuífero. En particular, los procesos geoquímicos y ecológicos que dan forma a las comunidades microbianas de las aguas subterráneas a lo largo del espacio y el tiempo no están bien restringidos7.

Establecer vínculos sólidos entre las comunidades microbianas y las características geoquímicas de las aguas subterráneas requiere grandes conjuntos de datos que tengan un inventario ambiental integral asociado con cada muestra de comunidad microbiana. Con este fin, la Red de Pozos de Observación de Aguas Subterráneas (GOWN) mantenida por Alberta Environment and Protected Areas (AEPA) en Canadá, ha recopilado datos geoquímicos de más de 250 aguas subterráneas obtenidos de pozos de monitoreo en diferentes acuíferos y regiones geográficas, que representan una variedad de regímenes geoquímicos. y edades de las aguas subterráneas. Cada pozo GOWN ha sido muestreado repetidamente durante muchos años, incluidos algunos durante varias décadas8. Desde 2006, este programa integral de monitoreo ha recopilado sistemáticamente información periódica sobre el nivel del agua y la calidad química del agua y las composiciones isotópicas de muestras acuosas y gaseosas9. La provincia de Alberta está situada en la cuenca sedimentaria del oeste de Canadá, que alberga importantes depósitos de petróleo, gas, carbón, así como azufre, sal, piedra caliza y dolomita10. El subsuelo poco profundo y profundo ha sido ampliamente estudiado en el contexto de la exploración y el desarrollo de petróleo y carbón11 (Fig. 1).

a Ubicación de los pozos de agua subterránea estudiados dentro del contexto de recursos energéticos de la provincia de Alberta. Los colores indican la edad del agua subterránea en cada pozo (amarillo: aguas más jóvenes; rojo: edad intermedia; azul: aguas más antiguas ricas en sulfatos; violeta: aguas más antiguas con poco sulfato). El tamaño del círculo representa el número promedio de células microbianas en las muestras de agua subterránea, que van desde 104 (círculo completo más pequeño) hasta 107 células por ml (círculo más grande). El mapa se creó utilizando Arc-GIS v10.8 b Proporción relativa de tipos de agua en los sedimentos superficiales, de canales y de lecho rocoso, así como en las principales formaciones geológicas de Alberta, lo que muestra que la geoquímica del agua subterránea evolucionó con la edad creciente de las formaciones. NA no evaluado, HSC Horseshoe Canyon, Gp. Grupo.

En este trabajo, analizamos 138 aguas subterráneas de 95 pozos GOWN completados en lechos de roca y acuíferos superficiales en Alberta (Fig. 1, Tabla S1, Datos complementarios 1) con el objetivo de investigar la biogeoquímica y la ecología microbiana de una amplia gama de entornos acuíferos. Empleamos una caracterización multidisciplinaria de la composición geoquímica del agua subterránea, incluidas concentraciones de iones mayores y menores, gases disueltos, determinación de la edad del agua subterránea y las composiciones y capacidades metabólicas de sus comunidades microbianas residentes. Los objetivos rectores fueron determinar (i) si la geoquímica es consistente con las composiciones y metabolismos de las comunidades microbianas, (ii) qué donantes y aceptores de electrones apoyan a estas comunidades y (iii) qué linajes microbianos representan poblaciones clave. Mostramos que las aguas subterráneas antiguas pueden albergar comunidades microbianas productivas y diversas. Los análisis de metagenoma y la geoquímica revelan que estas comunidades se ganan la vida utilizando hidrógeno, metano, azufre y oxígeno molecular. Mostramos que el oxígeno molecular probablemente se produjo in situ y desempeña un papel en la biogeoquímica y la ecología de estos ecosistemas subterráneos.

El tiempo medio de residencia del agua en un acuífero es un factor muy importante que influye en su composición geoquímica (o facies) (Fig. 2a). El tiempo medio de residencia, o edad del agua subterránea, se determina utilizando radioisótopos como el tritio y el 14C y se refiere al tiempo de viaje entre el punto de infiltración y el punto de muestreo12. En este estudio, la edad del agua subterránea se correlacionó inversamente con la relación entre las concentraciones de calcio y sodio en el agua subterránea (Fig. 2b). Las aguas subterráneas más jóvenes que contenían tritio (que indican recarga después de 1952) se caracterizaron por un bajo total de sólidos disueltos (<400 mg L-1) y altas proporciones Ca/Na (mediana: 3,5). La disolución de carbonatos durante la infiltración provocó altas concentraciones de calcio, magnesio y bicarbonato en estas aguas. Estas aguas subterráneas jóvenes (símbolos amarillos, Fig. 2) generalmente tenían bajas concentraciones de metano y sulfato (Fig. 3a, b) y se recolectaron predominantemente de pozos completados en depósitos superficiales Neógeno-Cuaternario (Fig. 1b).

un diagrama de Piper de facies hidroquímicas de cada muestra de agua subterránea (círculos) que visualiza la relación de masa calcio/sodio utilizada como indicador de la evolución geoquímica, es decir, tiempo de residencia/edad. Na: sodio, K: potasio, Ca: calcio, Mg: magnesio, Cl-: cloruro, SO42-: sulfato, CO32-: carbonato, HCO3-: bicarbonato b La relación Ca/Na disminuye al aumentar el tiempo de residencia (edad no corregida 14CDIC, BP: antes del presente). 14C: carbono 14, DIC: carbono inorgánico disuelto. Las muestras que se acumulan en la parcela alrededor de 40.000 años AP (límite de detección del método) pueden ser mucho más antiguas. Las muestras positivas para 3H (círculos con cruces) comprenden agua meteórica posterior a 1952 (bomba H) y corroboran la tendencia de edad. c Cronograma esquemático y resumen del envejecimiento del agua.

Los microbios que median el ciclo de metano (CH4) y sulfato (SO42-) impactan los depósitos de carbono y azufre en los sistemas de agua subterránea. Cada círculo representa una muestra. El color del círculo representa la edad del agua. Las tendencias relativas a la reducción y oxidación de los compuestos se indican mediante flechas o áreas. a Firma isotópica de carbono del metano versus la concentración de metano. PDB Pee Dee Belemnita. b Firma isotópica de azufre de sulfato versus concentración de sulfato. V-CDT Viena-Canyon Diablo Troilite c Firma isotópica de carbono del dióxido de carbono versus firma isotópica de carbono del metano. ε fraccionamiento CO2-CH4. AC/MR Metanogénesis aceticlástica/metilotrófica. d Firma isotópica de azufre del sulfato versus firma isotópica de oxígeno del sulfato.

Por el contrario, las aguas subterráneas más antiguas (símbolos morados, Fig. 2) no contenían tritio y poco 14C, lo que indica que las aguas subterráneas tenían más de varios cientos o miles de años. Tenían sólidos disueltos totales elevados (>900 mg L-1) y una relación Ca/Na baja (mediana: 0,01). Las aguas subterráneas antiguas se caracterizaban por condiciones reductoras y contenían altas concentraciones de metano disuelto (12,8 ± 2,4 mg L-1 [media ± SE]; mediana: 0,72 mg L-1, rango: 0,001–74,2 mg L-1; Fig. 3a, Suplementario Datos 1). Estas aguas tenían concentraciones elevadas de sodio, bicarbonato y cloruro como resultado de interacciones agua-roca, incluido el intercambio iónico y la erosión de minerales. Las muestras de agua subterránea más antiguas se obtuvieron de pozos completados en valles fluviales enterrados (canales) y formaciones rocosas sedimentarias del Paleógeno y Cretácico que a menudo se caracterizan por la presencia de carbón y/o esquisto13.

El sulfato, predominantemente derivado de la oxidación de pirita y en menor medida de la disolución de anhidrita o yeso14, estaba omnipresente en un tercer grupo de muestras de agua subterránea (símbolos azules, Fig. 2). Estas aguas se caracterizaron por largos tiempos de residencia, contenían sólidos disueltos aún mayores (>1700 mg L-1) y tenían relaciones intermedias Ca/Na (mediana de 0,12). El sulfato era a menudo el anión y el aceptor de electrones más abundante en este grupo de aguas subterráneas, lo que daba como resultado facies hidroquímicas ricas en sulfato con bajas concentraciones de metano. Estas muestras de agua subterránea se recolectaron de pozos completados en depósitos superficiales, pero también de acuíferos de lecho rocoso completados en rocas sedimentarias clásticas, a menudo marinas, de la formación Bearpaw (Fig. 1b).

La mezcla de aguas subterráneas de diferentes edades y tipos de agua geoquímica (Fig. 2a) a menudo da como resultado facies hidroquímicas intermedias características (símbolos rojos, Fig. 2). Estas aguas se obtuvieron principalmente de acuíferos en depósitos superficiales y ocasionalmente de acuíferos de lecho rocoso (Fig. 1b). En los Resultados complementarios y los Datos complementarios 1 se proporciona una caracterización detallada de las formaciones geológicas, la geoquímica del agua subterránea y las edades.

La densidad de células microbianas comúnmente disminuye al aumentar la profundidad en los ecosistemas marinos15 y terrestres3 del subsuelo. Esta disminución del número de células y de la biomasa se atribuye a menudo a la limitación energética en los ecosistemas del subsuelo16. Dentro de los acuíferos, el número de células puede no necesariamente disminuir al aumentar la profundidad17, sino debido a otros factores, incluido el aumento de la edad del agua18,19. Para nuestra sorpresa, encontramos significativamente más células en acuíferos con agua subterránea antigua que en aquellos con agua más joven (Fig. 4, Datos complementarios 2). Esto sugiere que los acuíferos más antiguos y las aguas subterráneas evolucionadas geoquímicamente son en realidad ecosistemas productivos que proporcionan energía para el crecimiento de microorganismos. El número promedio de células en las muestras de agua subterránea evolucionadas geoquímicamente alcanzó 107 células ml-1 (Fig. 4). En general, el número de células microbianas en toda la región estudiada no disminuyó con la profundidad (Figuras complementarias 2a, b). Los recuentos de células fueron, en promedio, ligeramente más altos en los acuíferos de los estratos geológicos que contenían esquisto o carbón (Figura complementaria 2c), lo que sugiere que contenidos elevados de carbono orgánico pueden proporcionar fuentes de energía adicionales a los microbios. Cabe señalar que los números de células presentados aquí son estimaciones conservadoras que probablemente capturan solo las células de vida libre de las muestras de agua que no pueden explicar la cantidad sustancial de células que viven en biopelículas20.

La abundancia de células se determinó mediante microscopía de fluorescencia y se proporciona en una escala logarítmica. Los diagramas de caja muestran el primer y tercer cuartil, los valores máximos y mínimos (bigotes), la mediana (línea), la media (triángulo) y los valores atípicos (puntos). a Los diagramas de caja representan muestras de agua subterránea de pozos individuales y resumen los recuentos de células desde n campos de visión independientes. n = 40: Muestras 3–10, 12, 15–22, 24–29, 34–47, 49–51, 54, 56, 63, 67–68, 70–71. n = 39: Muestras 1, 14, 33. n = 38: Muestra 2. n = 20: Muestras 13, 31–32, 55, 57, 61, 72. n = 12: Muestra 73. Para más detalles sobre celdas individuales los recuentos, consulte los Datos complementarios 2. Eje X: los números corresponden a las ID de los pozos (debido a limitaciones de espacio, las ID de los pozos se proporcionan en los Datos complementarios 1). Los pozos que fueron muestreados en dos momentos diferentes están marcados con una estrella (*), las réplicas técnicas están marcadas con un signo más (+). b Los diagramas de caja representan números de células promediados a lo largo de la edad del agua subterránea que resumen los números de células promedio en a (excluidas las réplicas técnicas). n número de muestras. La significancia se probó mediante una prueba de suma de rangos de Wilcoxon. Los niveles de significancia son: *p < 0,05; **p < 0,01; ***p < 0,001; (sin corregir).

La morfología y el tamaño de las células variaron mucho e incluyeron células en forma de cocos, bastones, vibrios y espirales, así como filamentos y pequeños agregados (Figura complementaria 3). Las morfologías celulares, los límites celulares definidos y la señal brillante de la tinción de ácido nucleico sugirieron una comunidad en gran medida activa21. El tamaño promedio de las células fue similar en todas las muestras de agua subterránea y, por lo tanto, un alto número de células es un indicador de una alta biomasa y productividad (Figura complementaria 3). Hasta donde sabemos, esta es la primera vez que se documentan abundancias de células consistentemente altas en acuíferos antiguos en un área geográfica grande (>210.000 km2).

El aumento en el número de células con la edad del agua subterránea estuvo acompañado por una disminución sustancial en la diversidad de arqueas y bacterias (Fig. 5a, b; Fig. complementaria 4) y un cambio en la estructura de la comunidad microbiana de aguas subterráneas jóvenes a viejas (Fig. 5c, d; Figura complementaria 5). De los parámetros ambientales que probamos, los que explicaron con mayor fuerza la variación en la estructura de la comunidad microbiana fueron las concentraciones de metano y los indicadores geoquímicos de la edad del agua subterránea, incluidas las concentraciones de sodio, calcio y magnesio y la profundidad del pozo (Fig. 5e, f). . Las disminuciones en la diversidad y los cambios en la estructura de la comunidad son características comunes de situaciones de proliferación microbiana en ecosistemas productivos, que a menudo presentan abundancias elevadas de unas pocas especies clave22,23.

a Índices de diversidad alfa bacteriana de arqueas y b de las aguas subterráneas investigadas basados ​​en variantes de secuencia de amplicón del gen 16S rRNA (ASV). La significancia se probó mediante una prueba de suma de rangos de Wilcoxon. Niveles de significancia: *p < 0,05; **p < 0,01; ***p < 0,001; (sin corregir). La estructura de la comunidad arqueal c y bacteriana d se muestra como ordenaciones multidimensionales no métricas basadas en distancias comunitarias. Las muestras (círculos) están conectadas a la media ponderada promedio de las distancias dentro del grupo (centroide; las elipses muestran una desviación estándar). n: ver a, b, respectivamente. Análisis de redundancia (RDA) de e arqueas (n = 64) y f estructura de la comunidad bacteriana (n = 110) en muestras de agua subterránea (círculos) utilizando parámetros seleccionados (flechas). Niveles de significancia: *p < 0,05; **p < 0,01; ***p < 0,001; (sin corregir). El modelo completo fue muy significativo para ambos dominios, y juntos los 11 parámetros explicaron el 11% de la variación de arqueas y el 18% de la bacteriana. La leyenda de color en c se aplica a todos los paneles. CO2 dióxido de carbono, DIC carbono inorgánico disuelto.

Nuestros resultados indicaron que una de las principales fuentes de energía que impulsa la alta productividad en aguas subterráneas maduras es el hidrógeno. Se detectaron cantidades considerables de hidrógeno disuelto en sitios seleccionados (0,002, 0,007 y 0,1% en las muestras GW121, GW223 y GW951), y en muchos acuíferos los metanógenos hidrogenotróficos afiliados a Methanobacterium, Methanoregula y Methanospirillum mostraron altas abundancias relativas del gen 16S rRNA. variantes de secuencia de amplicones (ASV; Fig. 6a, Figs. 6, 7 complementarias, Datos complementarios 3). El hidrógeno sirve como único donante de electrones para estos linajes y la composición isotópica de CH4 y CO2 también respalda la metanogénesis hidrogenotrófica generalizada (Fig. 3c). En todas las muestras de agua subterránea analizadas estuvo presente metano con concentraciones que oscilaron entre 0,006 y más de 74 mg L-1 (Fig. 3a). Sin embargo, la mayoría de las muestras tenían concentraciones <1 mg L-1 (73%; n = 106, figura complementaria 6). Según la composición combinada de isótopos de carbono e hidrógeno, las bajas concentraciones de metano probablemente reflejan un alto consumo relativo por parte de los oxidantes microbianos de metano (Fig. 3a).

Abundancia relativa de secuencias de los 20 linajes bacterianos a arqueales y b, c más abundantes a nivel de género según las variantes de secuencia del amplicón del gen 16S rRNA. Los linajes restantes con menor abundancia se resumen como Otros. Los géneros que no estaban clasificados en la base de datos de referencia SILVA se abrevian como unc y se muestra el siguiente nivel filogenético superior. Los dos clados arqueales indicados por * pertenecen al orden Woesearchaeales. Un metanógeno, así como casi la mitad (9 de 20) de los principales géneros bacterianos también están representados por genomas ensamblados en metagenomas (Fig. 7). La leyenda en b se aplica a todos los paneles.

Entre los oxidantes de metano detectados se encontraban arqueas anaeróbicas obligadas oxidantes de metano (ANME) del género Methanoperedens (ANME-2d, Fig. 6a). Estos metanótrofos se encontraban a menudo en acuíferos que contenían hierro o manganeso disueltos, o ambos. ANME-2d se encontraron en más de la mitad de los conjuntos de datos de ASV de arqueas (34 de 64), predominantemente en aguas subterráneas antiguas ricas en metano y pobres en sulfatos, en línea con su aparición previamente observada en ambientes de aguas graníticas profundas24. Su capacidad para oxidar metano utilizando óxidos de hierro y manganeso25 podría explicar la alta abundancia relativa de ASV, de más del 40%, en las aguas subterráneas maduras empobrecidas en sulfato de al menos cuatro muestras (GW111, GW218, GW311 y GW456). Methanoperedens fue el quinto género de arqueas más abundante en los acuíferos estudiados y tiene el potencial metabólico de conectar los ciclos del carbono, nitrógeno y metales mediante la oxidación anaeróbica del metano26,27. La oxidación anaeróbica de metano junto con la reducción de sulfato bacteriano también podría ocurrir en ciertos acuíferos, porque ANME-2ab constituía casi la mitad de la comunidad de arqueas en GW160, y ANME-2c se detectó en GW220 (Datos complementarios 3). Las bacterias Methanomirabiliales, un orden que se sabe que comprende microbios que son capaces de oxidar metano en ambientes anóxicos usando nitrito28, abundaban en muchos conjuntos de datos de acuíferos, especialmente en aguas jóvenes e intermedias (Figura complementaria 8).

El hidrógeno también podría haber sostenido el crecimiento de organismos afiliados a los géneros Desulforudis y Desulfomicrobium y muchos otros reductores de sulfato y azufre, y desproporcionadores de azufre, que eran diversos y estaban muy extendidos en los ecosistemas de aguas subterráneas estudiados (Fig. 6b, Fig. 9 complementaria, Datos complementarios). 4). Candidatus Desulforudis audaxviator fueron los reductores de sulfato más abundantes en todos los conjuntos de datos de ASV, aunque se produjeron predominantemente en aguas subterráneas antiguas. A menudo constituían >50% de los clados que se sabe que comprenden microbios que ciclan el azufre. California. Los desulforudis son Clostridia oxidantes de hidrógeno y reductores de sulfatos que, según se informa, prosperan en ecosistemas de acuíferos terrestres profundos29. En las muestras GW3026 y GW217 encontramos una alta abundancia de secuencias de microbios afiliados a Smithella sp. y Syntrophussp. que viven junto con organismos que captan hidrógeno30,31.

La metagenómica de escopeta apoyó las inferencias derivadas de la secuenciación de amplicones y reveló genes que codifican hidrogenasas de Ni-Fe, metanogénesis hidrogenotrófica y reducción de sulfatos en las comunidades de aguas subterráneas (Fig. 7). Un genoma ensamblado en metagenoma (MAG) de alta calidad de una población dentro de las Methanobacteriaceae (UBA349, MAG-32) contenía una metil-coenzima M reductasa completa (mcrABCG) y todos los demás genes necesarios para la metanogénesis hidrogenotrófica (cdhA-E, ftr, mch, fae), pero carecían de genes diagnósticos para la metanogénesis metilotrófica o aceticlástica (Datos complementarios 5). Se encontró una vía completa de reducción de sulfato en MAG-18, un organismo del clado de nivel de género UBA2262 dentro de Desulfovibrionaceae (Fig. 7). El hidrógeno podría derivarse de la fermentación microbiana, por ejemplo, a través de hidrogenasas Fe-Fe que estaban presentes en tres MAG afiliados a Bacteroidia (Lutibacter, UBA6024, JAAYJT01; Datos complementarios 5). Estos MAG también codificaron el sistema de transporte TonB/SusC, que muchos Bacteroidia utilizan para consumir oligosacáridos. El hidrógeno también puede derivar de fuentes abióticas, como esquistos, lechos de carbón y otros estratos ricos en materia orgánica32, reacciones agua-roca33, equipos de bombeo o revestimientos de pozos de acero34, o incluso radiólisis del agua35,36.

Los genomas ensamblados en metagenomas (MAG) seleccionados de abundantes poblaciones microbianas en aguas subterráneas muestran las capacidades genéticas del ciclo del metano, el azufre y el nitrógeno. El tono de color representa la integridad de la vía; los genes incluidos se muestran entre paréntesis. Los números se refieren a la redundancia en una vía o enzima. Como ejemplo, MAG-06 tiene dos metano monooxigenasas, una codificada por pmoABC y la otra por smmo y mmoDYZ. Comas entre genes: y; guiones entre genes: y/o. La taxonomía MAG se basa en GTDB-Tk, y la abundancia se estimó mediante mapeo de lectura considerando lecturas agrupadas y no agrupadas. El conjunto completo de 61 genomas ensamblados en metagenomas y 450 genes anotados se proporciona en los Datos complementarios 5.

Encontramos altas abundancias relativas de ASV de microbios afiliados a linajes obligados y facultativamente aeróbicos oxidantes de hidrógeno, metano y azufre en la mayoría de las antiguas aguas subterráneas obtenidas de acuíferos confinados (Figs. 6, 8, Figs. 7-10 suplementarias, Suplementarias). Datos 4). La presencia de organismos potencialmente aeróbicos no fue el resultado del manejo de la muestra, la contaminación o el crecimiento microbiano después del muestreo, y la diversidad alfa y beta, la composición y los recuentos de células no cambiaron con el tiempo de almacenamiento de la muestra (Figura complementaria 11, Métodos). Por lo tanto, estamos seguros de que estos microbios estaban presentes en los acuíferos en el momento del muestreo. Los análisis de metagenomas de cinco pozos (GW114, GW144, GW218, GW265 y GW972, todos con aguas subterráneas antiguas) corroboraron la composición de la comunidad detectada mediante metagenomas. Las lecturas cortas del gen metagenómico 16S rRNA mapeado (Figura complementaria 12), así como las secuencias reconstruidas del gen 16S rRNA de longitud completa (Datos complementarios 6) mostraron los mismos géneros clave y, a menudo, las mismas especies que los conjuntos de datos de ASV. La confiabilidad de la composición de la comunidad basada en ASV se vio respaldada aún más por similitudes de secuencia muy altas entre los ASV y los genes de ARNr 16S de longitud completa reconstruidos (Figura complementaria 13, Datos complementarios 7). Ambos enfoques de secuenciación muestran los mismos actores clave, incluidos Mmethylobacter tundripaludum (MAG-01 – 04), Methylotenera sp. (MAG-09 – 13), Hydrogenophaga sp. (MAG-14 – 17), Sulfuricurvum sp. (MAG-19) y Thiobacillus sp. (MAG-20; Figura 7).

a Hydrogenophaga b Methylobacter y Mmethylotelera yc Sulfuricurvum y Thiobacillus. La concentración de oxígeno se muestra en una escala pseudo-log10, para incluir muestras sin oxígeno (cero). Los diagramas de caja resumen las abundancias relativas de d hidrogenótrofos, e metilotrofos, f tiotrofos y g concentraciones de oxígeno según las categorías de edad del agua (cuartiles y bigotes superior e inferior (cada uno representa el 25 % de los datos), mediana (línea) y valores atípicos (puntos)) . Las abundancias relativas de secuencias de los clados aeróbicos/desnitrificantes tienden a alcanzar su punto máximo en condiciones hipóxicas (~0,5 mg L-1) potencialmente porque estas aguas contienen suficientes donantes de electrones (hidrógeno, metano, azufre) y aceptores de electrones (oxígeno, nitrato). n se da en f y se aplica a todos los paneles.

Detectamos Hydrogenophaga en abundancias relativas altas en la mayoría de los acuíferos (Figs. 6b, 7, 8a). Los MAG de Hydrogenophaga contenían genes que codifican hidrogenasas, oxidasas y RuBisCO, pero también una vía de oxidación de azufre (sqr, fccAB, soeABC, soxABX), una vía de desnitrificación completa (en 2 de 4 MAG) y una deshidrogenasa de monóxido de carbono aeróbico (coxSML), lo que sugiere un estilo de vida litoautótrofo facultativamente anaeróbico. Los microorganismos afiliados a bacterias metano y metilotróficas aeróbicas o desnitrificantes37 también fueron abundantes en todos los acuíferos, especialmente en aguas subterráneas más antiguas (Fig. 6b, Fig. complementaria 8). Metilotrófico Methylotenera sp. fueron las poblaciones más abundantes en los conjuntos de datos de ASV, seguidas por los miembros del género Mmethylobacter que oxidan metano. Ambos géneros también fueron abundantes en los metagenomas de los cinco pozos y estuvieron representados por nueve MAG. Los MAG de Mmethylobacter tenían vías completas para la oxidación de metano a dióxido de carbono, incluida la activación crítica de metano con oxígeno molecular a través de la metano monooxigenasa particulada (pmoABC). Recientemente se sugirió que Mmethylobacter puede acoplar la oxidación del metano a la desnitrificación en condiciones hipóxicas38. De hecho, descubrimos que estos organismos son capaces de realizar una desnitrificación parcial, desde nitrito hasta óxido nitroso. Los MAG de metillotena contenían genes para oxidar el metanol a dióxido de carbono y reducir el nitrato a nitrito (Fig. 7). La desnitrificación por Methylotenera se informó anteriormente39 y, por lo tanto, Mmethylotenera podría proporcionar nitrito a Methylotenera, mientras que Mmethylobacter proporciona metanol a Methylotenera. Se observaron interacciones complementarias entre Methylobacter y Methylotenera en un acuífero poco profundo rico en metano40, un lago41 y en cultivos de enriquecimiento metanotrófico42. Sin embargo, las capacidades metabólicas del consorcio sugieren que es necesario disponer de oxígeno molecular para catalizar la activación inicial del metano, incluso si los pasos posteriores pueden combinarse con la desnitrificación. Metilicorpusculum sp. (MAG-05), por el contrario, parecía carecer por completo de la capacidad de utilizar otros aceptores de electrones además del oxígeno (Fig. 7). Los oxidantes de metano aeróbicos afiliados al género Crenothrix43 fueron el cuarto metanótrofo más abundante y ocurrieron en casi la mitad de los conjuntos de datos de ASV (45 de 109, Figura complementaria 8, Datos complementarios 6). Crenothrixsp. son microbios filamentosos que pueden ocurrir en el agua subterránea44 y pueden representar las células filamentosas observadas con el microscopio en muchas muestras (Figura complementaria 3). También recuperamos tres MAG de alta calidad del género JABFRC01 no cultivado dentro de Methylomonadaceae (MAG-06 - 08). Estos MAG codificaron una metano monooxigenasa soluble y particulada y una vía completa de oxidación de metano, lo que revela que el organismo es un oxidante de metano aeróbico que requiere oxígeno para la oxidación inicial de metano a metanol. Al igual que Mmethylobacter, estrechamente relacionado, los organismos afiliados a JABFRC01 pueden usar nitrito como aceptor de electrones alternativo para una mayor oxidación del metanol a dióxido de carbono en condiciones hipóxicas (Fig. 7, Datos complementarios 5). De los veinte géneros bacterianos más abundantes que se sabe que oxidan compuestos de un carbono (Figura complementaria 8), doce se asociaron con la oxidación de metanol, metilaminas y otros compuestos metílicos45, mientras que ocho se asociaron con la oxidación de metano46. La presencia generalizada de microorganismos capaces de metanotrofia aeróbica corrobora hallazgos previos de actividad metanotrófica aeróbica en formaciones de lechos de carbón47,48, y nuestro estudio amplía este hallazgo a acuíferos en entornos geológicos más diversos y a una escala geográfica mucho mayor.

Las bacterias oxidantes de azufre, incluidas Sulfuricurvum sp., Thiobacillus sp., Thiomicrorhabdus y Sulfurimonas, también estaban muy extendidas y eran abundantes en los acuíferos estudiados (Fig. 6c, Fig. 10 complementaria). Thiobacillus (MAG-20) pudo oxidar sulfuro y tiosulfato a sulfato usando oxígeno, pero también tenía una vía completa de reducción de nitrato (Fig. 7). Es probable que PFJX01 tuviera un estilo de vida similar dentro de las Thiobacillaceae (MAG-21), Sulfurimicrobium (MAG-22), Rhodoferax (MAG-23, −24), UBA2250 (MAG-26, −27) y ETT8 (MAG-29). con Rhodocyclaceae y Rhodobacteraceae. Se demostró que algunos miembros de estos clados son oxidantes de azufre desnitrificantes facultativamente anaeróbicos activos en el subsuelo terrestre49,50. Los versátiles metabolismos del azufre de estos clados podrían explicar observaciones previas de oxidación de pirita14, así como la presencia de reductores de azufre como Desulfuromonas que pueden reducir el azufre elemental51 y reponer la reserva de sulfuro.

Encontramos Nitrosomonas oxidantes de amonio aeróbico obligado, su MAG codificaba un pmoA / amoA parcial y un hao para oxidar el amonio a óxido nítrico (Datos complementarios 5). Al igual que la activación del metano, la monooxigenasa de amonio requiere oxígeno molecular. La biomasa producida por los diversos autótrofos coexistentes puede, a su vez, sustentar multitud de heterótrofos arqueales y bacterianos, incluidos arqueas DPANN y patescibacterias. Numerosos MAG representaban a Flavobacteriales, Cytophagales, Chitinophagales y Bacteroidales, heterótrofos con apetito por los oligosacáridos y los sistemas de transporte necesarios. En la comunidad de arqueas, los Woesearchaeales aeróbicos fueron particularmente diversos y abundantes en todos los acuíferos, excepto aquellos con aguas subterráneas antiguas, y en la comunidad bacteriana, Comamonadaceae y Pseudomonadaceae potencialmente heterótrofas también fueron muy abundantes (Figura complementaria 14b, c). Los clados heterótrofos remineralizan los compuestos orgánicos de carbono en dióxido de carbono, que luego podrían ser reciclados por metanógenos hidrogenotróficos y otros autótrofos para producir biomasa.

A medida que el agua se infiltra a través de las zonas de recarga y fluye a través de los acuíferos, el oxígeno disuelto (OD; que inicialmente se supone que está en equilibrio de saturación) se consume mediante la respiración microbiana, la descomposición de la materia orgánica o al reaccionar con minerales reducidos52. Estas reacciones que consumen oxígeno a menudo reducen el contenido de OD del agua subterránea por debajo de los límites de detección, particularmente en aguas subterráneas con largos tiempos de residencia que han estado fuera de contacto con la atmósfera durante muchos años, siglos o incluso milenios52,53. Para nuestra sorpresa, detectamos bajas concentraciones de OD en la mayoría de las muestras de agua subterránea, incluidas las de acuíferos más profundos que contienen agua subterránea geoquímicamente madura (Fig. 9a). Utilizando la estequiometría conocida de los metabolismos microbianos relevantes, estimamos que el oxígeno consumido (saturación de OD en la infiltración menos la concentración de OD medida en las muestras obtenidas) podría sustentar más células microbianas de las que observamos en el 85% de los acuíferos (59 de 70; Datos complementarios 8 ). En los 11 acuíferos restantes, el contenido de OD estuvo por debajo del límite de detección. La aparición de más de 0,3 mg L-1 de OD en muchas aguas subterráneas antiguas de acuíferos más profundos y confinados fue notable y sugiere que el oxígeno está presente en ecosistemas que a menudo se supone que son anóxicos52,54.

a Perfil de profundidad y concentración de oxígeno disuelto (mg L-1) en las muestras de agua subterránea. b Firma isotópica 18O-O2 sobre la relación oxígeno:argón (O2/Ar). La composición del agua equilibrada con aire de laboratorio y del aire de laboratorio están representadas por un círculo gris y negro, respectivamente. Las barras de error tienen 1 desviación estándar (según análisis repetidos del aire del laboratorio, n = 13) y son más pequeñas que los símbolos. Las líneas continuas azules y negras muestran diferentes efectos isotópicos que serían causados ​​por el fraccionamiento (e) debido a la respiración (resp.). Durante el consumo de O2 por la respiración (disminución de la relación O2:Ar), hay una acumulación preferencial de 18O en el depósito de O2 restante, lo que lleva a un mayor δ18\({{{\mathrm{O}}}}_{{{{\ valores mathrm{O}}}}_{2}}\). Como el grado de fraccionamiento de este isótopo puede variar, las dos líneas continuas representan dos escenarios hipotéticos pero realistas de cómo la reserva de O2 podría cambiar con la respiración microbiana. La línea discontinua negra representa una línea de mezcla entre agua equilibrada con aire mezclada con una hipotética 'nueva fuente de O2' que tiene un δ18\({{{\mathrm{O}}}}_{{{{\mathrm{) muy bajo. O}}}}_{2}}\) (−20‰ frente a V-SMOW). Este oxígeno isotópicamente ligero es coherente con la formación biológica de O2. V-SMOW Agua de océano media estándar de Viena.

Para investigar si se pudo haber introducido oxígeno durante el muestreo, llevamos a cabo análisis de isótopos de oxígeno molecular (O2). De hecho, algunos datos de isótopos de oxígeno para OD fueron consistentes con el agua subterránea que está en equilibrio con el oxígeno atmosférico (δ18\({{{\mathrm{O}}}}_{{{{\mathrm{O}}}}_{2 }}\) = ~+23,9‰ ± 0,1‰, Fig. 9b), lo que indica contaminación del aire durante el muestreo o la presencia de oxígeno derivado de la atmósfera en los acuíferos. Sin embargo, en ciertos sitios (GW218, GW265) observamos valores de δ18\({{{\mathrm{O}}}}_{{{{\mathrm{O}}}}_{2}}\) marcadamente más bajos ( tan bajo como +21‰), al mismo tiempo que se encuentran proporciones elevadas de O2:Ar (Fig. 9b). Curiosamente, las proporciones más bajas de δ18\({{{\mathrm{O}}}}_{{{{\mathrm{O}}}}_{2}}\) y más altas de O2:Ar cayeron siguiendo una tendencia, lo que representa la Adición simulada de OD con un valor δ18\({{{\mathrm{O}}}}_{{{{\mathrm{O}}}}_{2}}\) mucho más bajo que el del agua equilibrada con aire. (línea de tendencia discontinua en la Fig. 9b). La variación entre las muestras triplicadas puede explicarse por la presencia variable de oxígeno derivado de la atmósfera y/o por la variación de la respiración microbiana, lo que disminuirá el O2:Ar y aumentará δ18\({{{\mathrm{O}}}}_ {{{{\mathrm{O}}}}_{2}}\) valores. De hecho, es probable que existan procesos biológicos y de mezcla. Sin embargo, lo más sorprendente es que, hasta donde sabemos, no existe un escenario plausible en el que la contaminación del aire o la respiración microbiana puedan conducir a la tendencia creciente observada en la relación O2:Ar junto con la disminución de δ18\({{{\mathrm{O}}}}_{ {{{\mathrm{O}}}}_{2}}\) valores. Es decir, la contaminación del aire haría que las proporciones O2:Ar y δ18\({{{\mathrm{O}}}}_{{{{\mathrm{O}}}}_{2}}\) regresaran al aire. valores equilibrados de +23,9‰55, mientras que el consumo microbiano de oxígeno reduciría el O2:Ar y aumentaría δ18\({{{\mathrm{O}}}}_{{{{\mathrm{O}}}}_{2} }\)56. La explicación más parsimoniosa para la tendencia observada sería la producción in situ de O2 con un δ18\({{{\mathrm{O}}}}_{{{{\mathrm{O}}}}_{ 2}}\) (por ejemplo, −20‰). Dado el bajo δ18O (de H2O) de las aguas subterráneas en Alberta (−18,6 ‰ ± −2,0 ‰; media ± DE; n = 144, Datos complementarios 1), que sería la fuente de oxígeno para cualquier producción in situ de O2, incluso una pequeña cantidad de producción tendría un gran impacto en la reducción del δ18\({{{\mathrm{O}}}}_{{{{\mathrm{O}}}}_{2}}\) en aguas subterráneas, en la dirección de nuestras observaciones. En ausencia de luz, el oxígeno se puede producir mediante radiólisis del agua57, o microbianamente mediante dismutación de clorito58, dismutación de óxido nítrico28,59 y dismutación de H2O260.

Los microbios pueden producir O2 mediante dismutación del clorito, un proceso llevado a cabo, entre otros, por microbios de los géneros Decloromonas58, Declorobacter, Declorosoma, Azospira, Azospirillum61, Nitrospina y Nitrobacter, todos los cuales estaban presentes en los acuíferos GOWN según los análisis del gen 16S rRNA. Los ASV afiliados al género Decloromonas se encontraban entre los más abundantes en el estudio y representaban hasta el 30% de todas las secuencias bacterianas en algunas muestras. Encontramos 13 genes de clorito dismutasa principalmente de especies de Dechlormonas, Nitrospina, Nakamurella y Magnetospirillum en aguas subterráneas antiguas, anóxicas/hipóxicas (DO: 0–0,55 mg L-1) de GW144, GW218, GW265 y GW972 (Datos complementarios 9). Los genes de clorito dismutasa se detectaron a profundidades de secuenciación considerables que oscilaban entre 4 y 212 ×, lo que indica una abundancia de moderada a alta de organismos que tienen este gen. En particular, dos clorito dismutasas asignadas a Magnetospirillum tenían una profundidad de secuenciación muy alta (207 × y 212 ×). El agua subterránea también puede contener una gran diversidad de genes de dismutación del óxido nítrico62 y en muchas muestras estaban presentes microbios afiliados a Methylomirabilaceae que potencialmente pueden dismutar el óxido nítrico. También encontramos genes de óxido nítrico dismutasa (asentimiento) en MAG de alta calidad de Sediminibacterium (MAG-30) y Algoriphagus (MAG-31; Fig. 7; Datos complementarios 9). Recientemente se demostró que ambos linajes tienen un guiño63. El guiño afiliado a Sediminibacterium se secuenció a una profundidad de 700 ×, lo que corrobora la muy alta abundancia de Sediminibacterium en la comunidad (12%). La óxido nítrico reductasa está relacionada con el asentimiento, pero puede identificarse y distinguirse por varios residuos de aminoácidos de diagnóstico en el centro activo de la enzima (Figura complementaria 15). Recientemente se demostró que el óxido nítrico que dismuta Nitrosopumilus sp. puede filtrar oxígeno producido intracelularmente al medio que posiblemente sustenta a otros organismos aeróbicos59. También se informó que incluso Pseudomonas aeruginosa parece ser capaz de dismutar el óxido nítrico y liberar picos de hasta 20 µM de oxígeno en su entorno64. Los linajes afiliados a Nitrosopumilus y Pseudomonas estaban muy extendidos y eran abundantes en las aguas subterráneas estudiadas. Las abundantes dismutasas unidas a membranas en los acuíferos estudiados y su liberación de oxígeno al entorno podrían explicar la presencia observada de oxígeno empobrecido en 18O en aguas subterráneas antiguas.

Nuestros hallazgos sugieren que el hidrógeno es una fuente de energía basal que alimenta un rico mosaico de metabolismos microbianos. La amplia productividad microbiana en los ecosistemas de aguas subterráneas estudiados (Fig. 10) subraya la importancia del hidrógeno en el subsuelo terrestre65. Los metanógenos hidrogenotróficos producen metano, lo que a su vez explica la gran abundancia de metanótrofos y genes generalizados involucrados en la metanotrofia. Una oxidación sustancial aeróbica y anaeróbica de metano puede reducir las emisiones de gases de efecto invernadero de los acuíferos que contienen lechos de carbón y esquistos, lo que es relevante para los presupuestos de carbono y el cambio climático. El hidrógeno también parece impulsar un extenso ciclo microbiano del azufre. Los reductores de sulfato producen sulfuro que luego es oxidado por microbios tiotróficos utilizando oxígeno o nitrato como aceptor de electrones en sus vías metabólicas. La composición de la comunidad microbiana, las capacidades metabólicas detectadas y la geoquímica acuosa e isotópica están alineadas y sugieren que las comunidades microbianas del agua subterránea utilizan toda la amplitud del potencial redox bioquímicamente disponible conocido, desde el hidrógeno hasta el oxígeno. A diferencia de muchos otros acuíferos en los que el número de células disminuye a medida que aumenta la edad del agua subterránea, el número de células aumentó con la edad en el agua subterránea obtenida de acuíferos en Alberta, lo que corrobora que estas comunidades de acuíferos se alimentan de fuentes de energía autóctonas derivadas del subsuelo. Teniendo en cuenta el tamaño del área investigada, llegamos a la conclusión de que la biomasa global del subsuelo puede estar subestimada, particularmente en acuíferos que contienen estratos ricos en carbono orgánico, como lechos de carbón y esquistos. Los datos geoquímicos y microbiológicos sugieren que el oxígeno es un importante aceptor de electrones para el metabolismo microbiano en los acuíferos estudiados. La presencia de microbios aeróbicos en acuíferos profundos y lechos de roca se ha informado anteriormente66, pero los mecanismos de migración profunda de oxígeno o producción in situ siguen sin estar claros. Si bien la co-migración de algo de oxígeno con el agua subterránea envejecida podría explicar teóricamente la productividad microbiana observada, los análisis de isótopos de oxígeno presentados y la abundancia de genes microbianos de dismutasa capaces de producir oxígeno sugieren que al menos una parte del oxígeno se genera in situ. . La mayoría de las aguas hipóxicas estudiadas aquí tienen entre varios miles y más de 10 000 años de antigüedad, según datos de tritio y 14C, lo que respalda que incluso los ecosistemas subterráneos profundos proporcionan nichos para microorganismos aeróbicos67. La producción de oxígeno oscuro que postulamos en este trabajo podría proporcionar un mecanismo para las anomalías de oxígeno isotópicamente ligero en aguas subterráneas previamente reportadas y que hasta ahora han carecido de una explicación clara52,54,68,69,70,71. Por lo tanto, la producción microbiana de oxígeno oscuro en los ecosistemas subterráneos puede ser relevante para el funcionamiento y la evolución de la geobiosfera, ya que proporciona una fuente de oxígeno independiente de la luz, tanto en la Tierra como potencialmente en otros cuerpos celestes.

a Abundancia relativa de secuencias de gremios microbianos. ANME: arqueas anaeróbicas oxidantes de metano b Descripción esquemática del ciclo de elementos inferido de análisis microbiológicos y geoquímicos. Los números se refieren a géneros microbianos clave y su función potencial enumerada en c. CH2O: biomasa, H2: hidrógeno, H2O: agua, CO2: dióxido de carbono, CH4: metano, CH3OH: metanol, SO42−: sulfato, H2S: sulfuro, NO3−: nitrato, NO2−: nitrito, N2: nitrógeno, NH4+: amonio, Mn: manganeso, Fe: hierro. c Linajes microbianos y su función potencial. La lista de microbios no es exhaustiva y contiene principalmente los géneros más abundantes observados en este estudio. Los procesos en b representados con círculos blancos están respaldados por geoquímica y/o metacódigo de barras, y los procesos representados por círculos de color verde lima están respaldados adicionalmente por las respectivas capacidades metabólicas presentes en los genomas ensamblados en metagenomas.

Aproximadamente entre 40 y 90 pozos de agua subterránea son muestreados anualmente para determinar la calidad del agua por parte de Alberta Environment and Protected Areas8 y analizados para determinar una variedad de parámetros geoquímicos, isotópicos y microbianos. Para este estudio, analizamos 138 muestras de agua subterránea de 95 pozos de monitoreo, muestreados desde enero de 2016 hasta julio de 2020. 38 pozos se examinan dentro de depósitos superficiales del Neógeno-Cuaternario, mientras que 57 pozos alcanzan un lecho de roca sedimentaria, generalmente de edad Paleógena o Cretácica (Datos complementarios 1). . Las profundidades de los pozos en este estudio oscilaron entre cinco y 231 m (media = 60 m). Los lechos de roca sedimentaria en los que se completan los pozos de monitoreo de aguas subterráneas incluyen Paskapoo y equivalente (n = 25), Horseshoe Canyon y equivalente (n = 13), Belly River Group (n = 9), Bearpaw (n = 4), Milk River ( n = 3) y formaciones Loon River (n = 2). A un pozo no se le asignó ninguna formación geológica. Para obtener más detalles sobre la ubicación y la geología, consulte el SI.

Se tomaron muestras de todos los pozos al menos una vez, mientras que en pozos seleccionados se tomaron muestras durante diferentes estaciones (hasta tres), o repetidamente para obtener réplicas de muestreo (hasta tres). Algunos pozos se instalaron como grupos, con múltiples pozos (hasta tres) en la misma ubicación completados a diferentes profundidades dentro de la misma formación o en múltiples formaciones. Todos los pozos se purgaron para mejorar la calidad de las muestras72 y las muestras se recolectaron después de que los parámetros de campo (oxígeno disuelto - OD, potencial de oxidación-reducción - ORP, temperatura, conductividad eléctrica - CE) se hubieran estabilizado, lo que indicaba agua del acuífero representativa. Se tomaron muestras de todos los pocillos siguiendo el mismo procedimiento y las muestras se almacenaron a 4 °C hasta su posterior procesamiento. Dependiendo de la ubicación de los pocillos, las muestras estuvieron en tránsito a 4 °C entre 1 y 7 días. Se recogieron muestras de tritio (3H) y carbono-14 de carbono inorgánico disuelto (14CDIC) con una bomba sumergible (SP). Se recolectaron muestras para otros parámetros de calidad del agua, isótopos, gases disueltos y muestras microbiológicas con una bomba de vejiga (BP). El SP se coloca 2 m por debajo del nivel de descenso esperado para purgar y recolectar muestras. La bomba sumergible tiene tubería de polietileno que no se limpia y tubería Nalgene que se limpió con un detergente general de laboratorio (Sparclean) seguido de un enjuague con agua ultrapura (18 MΩ). El BP se coloca cerca del SP o justo encima del intervalo de detección para la recolección de muestras y tiene tubos de teflón lavados con ácido, metanol y agua ultrapura. Para los análisis microbiológicos recolectamos 1000 ml −1 de agua subterránea en una botella Nalgene estéril. La muestra se envió al laboratorio a 4 °C y se utilizó para criopreservación de células microbianas, recuentos de células microbianas y extracciones de ácidos nucleicos.

Las mediciones de oxígeno disuelto se realizaron con sondas multiparamétricas de monitoreo continuo de la calidad del agua, que tienen sensores ópticos de luminiscencia de por vida con una resolución de 0,01 mg L-1 y una precisión de ±0,1 mg L-1. Las sondas y sensores específicos utilizados durante las campañas de muestreo de 2016-2017 fueron un YSI 6600 XLM (Oxígeno Disuelto – ROX; YSI, Yellow Springs, EE. UU.), EXO1 o EXO2 (Sensor Óptico Inteligente de Oxígeno Disuelto; YSI, Yellow Springs, EE. UU.), In-Situ AquaTROLL 600 (sensor de oxígeno disuelto resistente con tapa RDO-X; In-situ, Fort Collins, EE. UU.) o un Ott Hydrolab DS5X (Hach LDO; Hach, Düsseldorf, Alemania). El tubo de muestra se conectó a un flujo de ~400 a 900 ml a través de la celda y los parámetros de campo se registraron a intervalos de 1 a 2 minutos, de modo que se desplazara un volumen completo de agua entre lecturas, utilizando los modos de promedio predeterminado o acelerado (5 a 40 segundo filtrado), hasta alcanzar la estabilización del parámetro (±0,2–0,3 mg L-1) durante 15 lecturas consecutivas.

Antes de cada viaje de campo, se realizaron calibraciones de los sensores de oxígeno disuelto en el laboratorio. Las calibraciones para aire saturado de agua se realizaron de acuerdo con los manuales de usuario de las sondas YSI EXO o 6-Series (YSI, Yellow Springs, EE. UU.) y Aqua TROLL 600 (In-situ, Fort Collins, EE. UU.) o agua saturada de aire. según el manual de usuario de Hydrolab DSX6, DS6 y MS6 (Hach, Düsseldorf, Alemania). Para aire saturado de agua, la copa de calibración se llenó con 1/8 a ½ pulgada de agua del grifo. Se inspeccionó un sensor de oxígeno disuelto limpio y seco para detectar daños y grietas y luego se cubrió con un protector de calibración limpio. El sensor y el protector se insertaron en la copa de calibración y se dejaron sujetos sin apretar a la sonda para permitir la ventilación. La configuración se dejó reposar durante 2 a 15 minutos fuera de la luz solar directa para permitir que la temperatura y la presión se equilibraran con el aire saturado de agua. Para agua saturada de aire, se agitó vigorosamente durante un minuto 1 litro de agua a temperatura ambiente que había estado en equilibrio con la presión atmosférica durante al menos 12 h, se vertió en la copa de calibración con la tapa del sensor LDO de Hach (Hach, Düsseldorf, Alemania). ) y el sensor de temperatura completamente sumergido. La tapa de la copa de calibración se colocó ligeramente sobre la copa de calibración para permitir el intercambio de aire y se mantuvo alejada de la luz solar directa durante 3 a 5 minutos. La presión barométrica se midió con un barómetro en un dispositivo portátil EXO (YSI, Yellow Springs, EE. UU.) o con un barómetro digital Vaisala PTB220 (Vaisala Oyj, Vantaa, Finlandia), se registró en el registro de calibración y se ingresó en el software de calibración en mmHg. Se realizó una calibración de un punto para aire saturado de agua o agua saturada de aire. Se observaron las lecturas hasta que se estabilizaron durante 40 segundos, se registró el valor actual en el registro de calibración y se aceptó el punto de calibración. El porcentaje de saturación se convirtió a mg L-1 utilizando la temperatura medida (termistor) y la salinidad (sensor de conductividad) y fórmulas de los Métodos estándar para el examen de agua y aguas residuales73. Se realizó un seguimiento del estado de la tapa del sensor mediante el monitoreo de la ganancia óptica de oxígeno disuelto entre 0,7 y 1,4 y se reemplazó cada ~2 años.

Se recolectaron muestras de agua subterránea para cationes y aniones principales en botellas de polietileno y se analizaron en ALS Global mediante espectrometría de masas con plasma acoplado inductivamente (ICP-MS) y cromatografía iónica, respectivamente. La alcalinidad total y la fenolftaleína se determinaron mediante titulación y posteriormente se calcularon las concentraciones de bicarbonato y carbonato. El carbono orgánico disuelto se midió mediante combustión a alta temperatura en un analizador de carbono orgánico total con detección infrarroja. Las muestras de oligoelementos disueltos se filtraron en el campo utilizando filtros de cápsula en línea de 0,45 μm, se conservaron a pH <2 con ácido nítrico y se analizaron en InnoTech Alberta mediante ICP-MS.

Las muestras de gas disuelto se recogieron con una bomba de vejiga. Se llenaron frascos de suero de vidrio con tapa engarzada evacuados con septos de butilo y conservados con cloruro de mercurio perforando los septos con una aguja. La composición del gas se determinó en el Laboratorio de Geoquímica Aplicada de la Universidad de Calgary mediante cromatografía de gases. El parámetro de sequedad del gas se define como la relación entre las concentraciones de metano y las de n-alcanos superiores. La composición isotópica del metano y el dióxido de carbono se analizó en el Laboratorio de Ciencias de Isótopos de la Universidad de Calgary en un espectrómetro de masas de relación isotópica (IRMS) ThermoFischer MAT 253 junto con un Trace GC Ultra y GC Isolink (ThermoFisher) y se informó en relación con V- PDB para δ13C y V-SMOW para δ2H. La precisión de los análisis de isótopos de carbono fue superior a ±0,5‰ para hidrocarburos, ±0,2‰ para dióxido de carbono y ±2‰ para δ2H de metano.

Todas las muestras para los análisis 14CDIC se enviaron al laboratorio AE Lalonde en Ottawa para su análisis mediante espectrometría de masas con acelerador (AMS). Se pueden encontrar ejemplos de técnicas de pretratamiento en la ref. 74. Los análisis de radiocarbono se realizan en un espectrómetro de masas con acelerador en tándem de 3 MV construido por High Voltage Engineering (HVE). Utilizamos la fracción moderna corregida por fraccionamiento (el valor F14C) para los datos de 14C posteriores a la bomba de acuerdo con las convenciones modificadas75. El tritio (3H) es un isótopo radiactivo del hidrógeno con una vida media de 12,4 años. Las concentraciones de tritio se miden en unidades de tritio (TU), donde 1 TU se define como la presencia de un tritio en 1018 átomos de hidrógeno. Para las muestras de la campaña de muestreo 2016-2017, el tritio en las muestras de agua subterránea obtenidas se analizó en el Laboratorio AE Lalonde en Ottawa mediante enriquecimiento electrolítico y el método estándar de conteo de centelleo líquido con una precisión de 0,8 TU.

La mayoría de los análisis de isótopos estables se realizaron en el Laboratorio de Ciencias de Isótopos de la Universidad de Calgary (https://www.ucalgary.ca/labs/isotope-science-lab/techniques). Las muestras de isótopos de carbono inorgánico (DIC) disueltos se filtraron en el campo utilizando un filtro de cápsula en línea de 0,2 µm y se recogieron en una botella de vidrio transparente de 125 ml con tapa cónica. Se produjo CO2 a partir de DIC mediante ataque ácido y se analizó δ13C como se describe en la sección de análisis de gases. Para la composición isotópica del sulfato, las muestras se filtraron en el campo con un filtro de cápsula en línea de 0,2 μm y se recogieron en botellas de plástico HDPE de boca ancha de 1 litro. El sulfato disuelto se convirtió en sulfato de bario y se analizó utilizando un IRMS ThermoQuest Finnigan Delta Plus XL acoplado con un analizador elemental Fisons NA 1500 para δ34SSO4 y un analizador de oxígeno HEKAtech HT con un muestreador automático Zero Blank para δ18OSO4. Se informa δ34SSO4 en relación con V-CDT y δ18OSO4 en relación con V-SMOW. Las precisiones tanto para δ18OSO4 como para δ34SSO4 son ±0,5‰. La composición isotópica del nitrato se determinó en el N2O generado mediante la técnica del desnitrificador utilizando un IRMS Thermo Scientific Delta V Plus junto con un Finnigan MAT PreCon. Las precisiones para δ15NNO3 y δ18ONO3 son ±0,3‰ y ±0,7‰, respectivamente.

Las muestras para el análisis de las proporciones de isótopos de oxígeno de las mediciones de O2 disuelto y O2/Ar en aguas subterráneas de pozos de monitoreo se llenaron directamente en viales de espacio de cabeza de 20 ml, permitiendo que muchos volúmenes de desbordamiento desplazaran el aire, envenenados con 100 µL de una solución saturada de cloruro de zinc. Sellado rápido con septos de butilo (sin burbujas en el espacio de cabeza). En el laboratorio, se estableció un espacio de cabeza de 5 ml reemplazándolo con helio de pureza ultraalta. Los viales se equilibraron con espacio libre en una mesa agitadora a temperatura ambiente durante varios días. Se inyectaron alícuotas del espacio de cabeza (que contiene O2 y Ar de la muestra de agua) directamente en el sistema de entrada de la muestra (incluida una columna de GC de tamiz molecular de 2 m y 5 Å) y se enrutaron al espectrómetro de masas de relación isotópica (Isoprime 100, colector múltiple). ). Se utilizaron como estándares de trabajo inyecciones de aire de laboratorio y agua equilibrada con aire de laboratorio. Según análisis repetidos, la precisión de las mediciones de δ18O fue de ±0,1‰ y la de O2/Ar fue de ±0,05.

Para reparar las células agregamos 4 ml de solución de formaldehído (37%) a una muestra de agua subterránea de 50 ml (fc ~2,7%). La muestra se almacenó a 4 °C hasta su posterior procesamiento. Se diluyó 1 ml de muestra en 10 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) 1X y se filtró sobre un filtro de policarbonato (tamaño de poro de 0,1 µm, 25 mm de diámetro, Millipore Sigma) utilizando un filtro de membrana de éster de celulosa mixto (tamaño de poro de 0,45 µm, Sartorius). como apoyo. El filtro se enjuagó con 10 ml de PBS 1X, se secó y se almacenó hasta su posterior procesamiento. Una sección de cada filtro se tiñó con 1 µg mL-1 DAPI (4',6'-diamidino-2-fenilindol) durante 10 minutos a temperatura ambiente, se lavó con agua desionizada y etanol al 80% y se secó. Las piezas de filtro se montaron en portaobjetos de microscopio usando una solución Citifluor:Vectashield 4:1 (VWR y Vector Laboratories) y se almacenaron a -20 °C. Las células se visualizaron y contaron utilizando un Axio Imager A2 (Zeiss, Jena, Alemania) equipado con una fuente de luz fluorescente X-Cite 120 LED (Excelitas, Waltham, EE. UU.) y una rejilla ocular de 12,5 × 12,5 mm. Se contaron ~40 cuadrículas por filtro para obtener un conjunto de datos sólido. Para estimar el número de células que se puede mantener por mol de oxígeno (Datos complementarios 8), utilizamos valores publicados para el contenido de células microbianas76 y el rendimiento de biomasa77.

Se centrifugó una muestra de agua subterránea de 100 a 400 ml a 4000 × g durante 1 h a 4 ° C. Se descartó el sobrenadante, los sedimentos se combinaron en un tubo de 2 ml y se almacenaron a -80 °C hasta su posterior procesamiento. (Nota: Probamos las células recolectadas de 8 pocillos también mediante filtración en filtros GTTP de tamaño de poro de 0,1 µm (Millipore Sigma), secuenciamos el ADN y comparamos las estructuras de la comunidad con las derivadas de los gránulos. Las comunidades eran casi idénticas). El ADN genómico se extrajo utilizando el kit DNeasy PowerLyzer PowerSoil (12855-100, QIAGEN) según el protocolo del fabricante con una modificación menor; Las células se lisaron batiendo perlas a 4 m s −1 durante 45 s utilizando un Bead Ruptor 24 (OMNI). Se procesaron blancos de extracción para detectar una posible contaminación del laboratorio durante la extracción. Las concentraciones de ADN se midieron fluorométricamente utilizando un Qubit 2.0 (Thermo Fisher Scientific, Canadá). La región v3-4 del gen bacteriano 16S rRNA se amplificó utilizando SD-Bact-0341-aS-17 (5'-CCTACGGGAGGCAGCAG-3') y SD-Bact-0785-aA-19 (5'-GACTACHVGGGTATCTAATCC-3')78 . La región v6-9 del gen rRNA 16S de las arqueas se amplificó utilizando el par de cebadores SD-Arch-0915-aS-20/S-*-Univ-1392-aA-15 (5'-AGGAATTGGCGGGGGGAGCAC-3', 5'-ACGGGCGGTGGTRC- 3')78. Las PCR consistieron en 8 µL (1–10 ng) de plantilla de ADN, 2,5 µL de cada cebador (fc 1 µM), 12,5 µL 2× Kapa HiFi HotStart Ready Mix (Kapa Biosystems, Wilmington, MA, EE. UU.) y agua de grado PCR. 25 µl. Para las bacterias, se utilizó un programa de PCR de touchdown para mejorar el recocido: desnaturalización inicial a 95 °C durante 3 min, 10 ciclos de 95 °C durante 30 s, 60 °C durante 45 s (touchdown -1 °C por ciclo), 72 °C durante 60 s, seguido de 20 ciclos de 95 °C durante 30 s, 55 °C durante 45 s, 72 °C durante 60 s y una extensión final a 72 °C durante 5 min. Para las arqueas, el programa de PCR de aterrizaje fue: desnaturalización inicial a 95 °C durante 5 min, 10 ciclos de 95 °C durante 30 s, 62 °C durante 45 s (touchdown -1 °C por ciclo), 72 °C durante 60 seg, seguido de 20 ciclos de 95 °C por 30 seg, 60 °C por 45 seg, 72 °C por 60 seg y una extensión final a 72 °C por 5 min. Las PCR se realizaron por triplicado, se combinaron y se purificaron utilizando 56 µl de perlas Agencourt AMPure XP (Beckman Coulter, Indianápolis, EE. UU.) por producto de PCR combinado (~65–75 µl) siguiendo las instrucciones del fabricante. Los amplicones se indexaron utilizando 5 µl de producto de PCR purificado, 5 µM de cada cebador de índice (fc 1 µM), 25 µl de 2 × Kapa HiFi HotStart Ready Mix y 10 µl de agua de calidad para PCR. Programa de PCR de indexación: desnaturalización inicial a 95 °C durante 3 min, 10 ciclos de 95 °C durante 30 s, 55 °C durante 45 s, 72 °C durante 60 s y una extensión final a 72 °C durante 5 min. Los amplicones indexados se purificaron con perlas Agencourt AMPure XP. La concentración y el tamaño de los amplicones indexados se verificaron con un fluorómetro Qubit 2.0 y un sistema bioanalizador Agilent 2100 (Agilent Technologies, Mississauga, ON, Canadá), respectivamente. Los amplicones indexados se agruparon en cantidades equimolares y se secuenciaron utilizando el kit de reactivos v3 de 600 ciclos (extremo emparejado, MS-102-3003) de Illumina en un secuenciador de mesa Illumina MiSeq (Illumina Inc., San Diego, CA, EE. UU.) después de toda la extracción de ADN. Se confirmó que los blancos y los blancos de reactivos de PCR tenían amplificación negativa.

Las secuencias de amplicones sin procesar se analizaron utilizando DADA2 v1.1679. Brevemente, la calidad de las lecturas directa e inversa se redujo a 275 pb y 205 pb, respectivamente, y se eliminaron las secuencias de cebador (17 pb directa, 21 pb inversa). Se descartaron las lecturas con más de dos errores esperados, se fusionaron las lecturas emparejadas y se eliminaron las secuencias quiméricas. La taxonomía a nivel de especie se asignó con silva_nr_v138_train_set y silva_species_assignment_v138. Después del control de calidad y la eliminación de espacios en blanco y réplicas técnicas, obtuvimos 64 conjuntos de datos de amplicones de arqueas y 110 de bacterias. Los conjuntos de datos de Archaeal contenían un total de 3,89 × 105 lecturas de secuencia pertenecientes a 2633 ASV únicos. Las muestras de arqueas tuvieron en promedio 6083 ± 6387 lecturas (media ± desviación estándar) y 69 ± 81 ASV (Datos complementarios 10). Los conjuntos de datos bacterianos comprendían un total de 4,65 × 106 lecturas de secuencia pertenecientes a 14665 ASV únicos. Las muestras bacterianas tuvieron en promedio 4,23 ± 1,57 × 104 lecturas y 272 ± 221 ASV únicos (Datos complementarios 11). Los datos complementarios 10 y 11 también incluyen el Proyecto NCBI y los números de acceso de muestra para cada conjunto de datos de arqueas y bacterias. Las secuencias de nucleótidos y la taxonomía del ASV de arqueas y bacterias se enumeran en los Datos complementarios 12 y 13, respectivamente. Se utilizó la tabla de ASV por muestra de arqueas o bacterias (Datos complementarios 3, 4) para determinar el número de ASV observados, únicos absolutos, únicos relativos, abundancia relativa y composición. La diversidad alfa (riqueza, entropía de Shannon, diversidad de Simpson inversa y riqueza estimada de Chao1) se calculó a partir de la tabla ASV por muestra utilizando un enfoque de submuestreo para tener en cuenta el esfuerzo de muestreo desigual. Utilizamos 1008 y 6796 lecturas elegidas al azar de cada muestra de arqueas y bacterias, respectivamente. Las diferencias en diversidad entre condiciones se probaron utilizando la prueba de rango con signo de Wilcoxon (ggsignif) implementada en ggplot280. Se calcularon las diferencias de Bray-Curtis entre todas las muestras y se utilizaron para ordenaciones de escalamiento multidimensional no métrico (NMDS) bidimensional con 20 inicios aleatorios. Cuanto más separadas estén dos muestras (círculos) en el NMDS, más diferentes serán sus comunidades subyacentes. Los parámetros ambientales se probaron con un análisis de redundancia parcial utilizando datos ASV transformados por Hellinger. Todos los análisis se realizaron con VisuaR v02 (https://github.com/EmilRuff/VisuaR), un flujo de trabajo basado en el entorno estadístico R v4.1.0-v4.2.1, que incluye, entre otros, los paquetes vegan81, ggplot280 y R personalizado. guiones. El flujo de trabajo de VisuaR, los paquetes utilizados y las versiones están disponibles en Datos complementarios 14.

Los metagenomas se procesaron y secuenciaron en el Centro de Genómica e Informática de la Salud de la Facultad de Medicina Cumming de la Universidad de Calgary. El ADN genómico se cortó en fragmentos de ~ 350 pb utilizando un ultrasonido enfocado S2 (Covaris, Woburn, MA). Las bibliotecas se prepararon utilizando el kit de preparación de bibliotecas de ADN NEBNext Ultra II para Illumina (E7103, New England Biolabs, Ipswich, MA) según el protocolo del fabricante, incluida la selección de tamaño con perlas magnéticas SPRIselect (B23318, Beckman Coulter, Indianápolis, IN) y PCR. enriquecimiento (ocho ciclos) con NEBNext Multiplex Oligos para Illumina (E7335L, New England Biolabs, Ipswich, MA). Las concentraciones de ADN se estimaron mediante qPCR y el ensayo de cuantificación de la biblioteca Kapa para Illumina (Kapa Biosystems, Wilmington, MA). El ADN genómico se secuenció en un secuenciador Illumina NovaSeq 600 (Illumina, San Diego, CA) utilizando una celda de flujo S1 de 300 ciclos (2 × 150 pb). El control de calidad se realizó en lecturas de Illumina sin procesar de extremos emparejados utilizando BBDuk v38.9082, incluido el recorte, la filtración de contaminantes y el recorte de extremos de baja calidad. Las lecturas que pasaron el control de calidad se ensamblaron en contigs utilizando Megahit v1.2.983 y los contigs de <500 pb no se incluyeron en los pasos posteriores. Las lecturas de cada muestra se asignaron a cada una de las 5 muestras utilizando BBMap v38.9082 y los perfiles de profundidad de secuenciación se generaron utilizando la función 'jgi_summarize_bam_contig_ Depths' de MetaBat2 v2.1584. Los contigs ensamblados se agruparon en genomas ensamblados en metagenoma (MAG) utilizando MetaBat2, CONCOCT v1.1.085 y MaxBin2 v2.2.786. Se utilizó DAS-Tool v1.1.387 para integrar MAG producidos por las tres herramientas de agrupación. CheckM v1.2.088 evaluó las propiedades MAG, incluida la integridad y la contaminación. Para estimar la abundancia relativa de MAG, determinamos el porcentaje de lecturas asignadas a cada contenedor y el porcentaje que se asigna a contigs no agrupados utilizando la cobertura de checkm y el perfil de checkm y luego calculamos (% de lecturas asignadas a bin) * (100 - (% de lecturas asignadas a contigs no agrupados)). Los MAG se clasificaron utilizando GTDB-tk (versión 2.1.0, versión de base de datos r207)89. Las lecturas cortas metagenómicas se asignaron a la base de datos de referencia SILVA SSU v13890 para asignar las unidades taxonómicas más cercanas, así como también se reconstruyeron secuencias completas del gen 16S/18S rRNA a partir de metagenomas usando phyloFlash v3.491 y se compararon con ASV usando blastn v2.12.092. El ARN de transferencia, el ARN ribosomal, los elementos CRISPR y los genes codificadores de proteínas, incluidos los genes codificadores de óxido nítrico dismutasa (nod) y clorito dismutasa (cld), se predijeron y anotaron utilizando MetaErg v2.2.x93. Además, se buscaron secuencias de aminoácidos en contigs frente a secuencias representativas de nod y cld de NCBI usando blastp v2.12.0 (valor e 1e-10) y se alinearon usando Clustal Omega v1.2.494.

Para evitar y monitorear la contaminación, hemos incluido controles en cada paso de los experimentos. Esterilizamos el equipo de muestreo después de cada pocillo, incluimos controles ciegos duplicados de muestras de agua regulares mediante el uso de nombres de muestra cifrados e incluimos controles en blanco para el recuento y secuenciación de células. No tenemos indicios de que la manipulación de muestras o la extracción de ADN hayan introducido organismos que sean contaminantes conocidos de muestras de baja biomasa95 o kits de extracción de ADN96. El almacenamiento en botellas de Nalgene, que podría haber tenido un efecto de enriquecimiento potencial, por ejemplo, promover el crecimiento de organismos aeróbicos después del muestreo, no tuvo ningún efecto en la estructura de la comunidad (Figura 11 complementaria), ya que la diversidad alfa, la diversidad beta y la composición no mostraron ninguna diferencia. cuando se agrupan en categorías que reflejan la duración del almacenamiento.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen del informe de Nature Portfolio vinculado a este artículo.

Los datos del amplicón de ARNr 16S de arqueas y bacterias generados en este estudio se han depositado en el archivo NCBI SRA con el número de acceso de BioProject PRJNA861683. Los datos metagenómicos de la escopeta y los genomas ensamblados en metagenoma (MAG) se han depositado en el archivo SRA con el número de acceso de BioProject PRJNA700657. Los datos ambientales completos generados en este estudio se han depositado en el archivo PANGEA con el número de acceso 95247397.

La versión más reciente del flujo de trabajo bioinformático VisuaR v02 utilizado para realizar análisis comunitarios basados ​​en el gen 16S rRNA está disponible públicamente en Github (https://github.com/EmilRuff/VisuaR), los análisis exactos de VisuaR presentados en este documento se depositan en Datos complementarios 14.

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Estamos muy agradecidos a Joanna Borecki, James Rogans, Dennis Rollag, Vien Lam y otros científicos y personal de la Red de pozos de observación de aguas subterráneas operada por Alberta Environment and Protected Areas (https://www.alberta.ca/groundwater-observation- well-network.aspx) para brindar acceso a pozos de monitoreo de aguas subterráneas, para tomar muestras y proporcionar muestras de aguas subterráneas de la más alta calidad, y para compartir resultados de medición y experiencia. Apreciamos enormemente el apoyo y la experiencia de Carmen Li con respecto a la secuenciación de ácidos nucleicos. Agradecemos a Manuel Kleiner y Xiaoli Dong por el apoyo y las discusiones sobre bioinformática, y a Ranjani Murali y Claire Elbon por las discusiones sobre oxidasas y dismutasas. Agradecemos a Anirban Chakraborty por sus conocimientos sobre el manejo de muestras, a Steven Taylor y Veith Becker por su apoyo con las mediciones e interpretación isotópicas, y a Rachel HR Stanley por su ayuda con la espectrometría de masas de isótopos de oxígeno. Este trabajo fue apoyado por una subvención de la Fundación Simons (824763, SER), una beca posdoctoral Alberta Innovates Technology Futures (AITF)/Eyes High (SER), fondos iniciales del Laboratorio de Biología Marina, Woods Hole (SER), por Alberta Innovates Energy and Environment Solution (AIEES) —Proyecto: Caracterización de recursos geoquímicos de las aguas subterráneas de Alberta (BM) y Alberta Innovates Water Innovation Program (AI-WIP)—Proyecto: Ocurrencia, origen y destino de los contaminantes acuosos en las aguas subterráneas de Alberta ( BM), y por el Programa de Cátedras de Investigación de Canadá (CRC-2020-00257, MS).

Departamento de Geociencias, Universidad de Calgary, Calgary, Canadá

S. Emil Ruff, Pauline Humez, Isabella Hrabe de Angelis, Muhe Diao, Michael Nightingale, Sara Cho, Liam Connors, Olukayode O. Kuloyo, Cynthia N. McClain, Bernhard Mayer y Marc Strous

Centro Josephine Bay Paul de Biología Molecular Comparada y Evolución, Laboratorio de Biología Marina, Woods Hole, MA, EE. UU.

S.Emil Ruff

Centro de Ecosistemas, Laboratorio de Biología Marina, Woods Hole, MA, EE. UU.

S.Emil Ruff

Departamento de Química Multifásica, Instituto Max Planck de Química, Maguncia, Alemania

Isabella Hrabe de Angelis

Departamento de Química y Geoquímica Marinas, Institución Oceanográfica Woods Hole, Woods Hole, MA, EE. UU.

Alan Seltzer, Samuel Bowman y Scott D. Wankel

Medio ambiente y áreas protegidas de Alberta, Calgary, Canadá

Cynthia N. McClain

Instituto de Monitoreo de la Biodiversidad de Alberta, Edmonton, Canadá

Cynthia N. McClain

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SER, BM y MS conceptualizaron el estudio. SER, PH, BM y MS obtuvieron financiamiento. Metodología diseñada por SER, PH, CNM, IHdA, SDW, AS y MS. Muestras procesadas SER, PH, IHdA, MN, MD, SC, LC, OOK, AS, SB y SDW. SER, PH, IHdA, CNM, MD y SDW realizaron análisis. Datos visualizados SER, PH, IHdA, SDW. SER y MS supervisaron a los estudiantes universitarios involucrados. SER y PH escribieron el borrador del manuscrito original. Todos los autores editaron y mejoraron el manuscrito.

Correspondencia a S. Emil Ruff.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Nature Communications agradece a los revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo. Un archivo de revisión por pares está disponible.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

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Reimpresiones y permisos

Ruff, SE, Humez, P., de Angelis, IH et al. El hidrógeno y el oxígeno oscuro impulsan la productividad microbiana en diversos ecosistemas de aguas subterráneas. Nat Comuna 14, 3194 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-38523-4

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Recibido: 13 de septiembre de 2022

Aceptado: 05 de mayo de 2023

Publicado: 13 de junio de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-023-38523-4

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